Сравнение эффективности нанореакторов для пероксиоксалатной хемилюминесцентной реакции в водной среде

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Пероксиоксалатная хемилюминесцентная реакция способна эффективно возбуждать фотосенсибилизаторы, применяющиеся в тераностике для идентификации и обнаружения раковых клеток, за счет активной генерации пероксида водорода в них. Однако субстраты пероксиоксалатной реакции, представляющие собой ароматические оксалаты, легко гидролизуются в водной среде. Солюбилизация в нанореакторы с гидрофобным ядром позволяет существенно повысить их стабильность. В настоящей работе мы впервые сравнили эффективность пероксиоксалатной реакции в эмульсионных и мицеллярных нанореакторах. Для этого использовали два оксалата: высокоактивный бис-(2,4,5-трихлор-6-(фенилоксикарбонил)фенил) оксалат и почти в 15 раз менее активный оксалат на основе природной аминокислоты L-тирозина (БТЭЭ-оксалат). Исследуемые оксалаты существенно различались в pKa уходящей группы, цитотоксичности и гидрофобности. Включение оксалатов в эмульсионные нанореакторы в обоих случаях увеличило их стабильность примерно на два порядка по сравнению с гомогенным раствором ТГФ/вода (4 : 1). Однако эмульсии со временем расслаивались вследствие оствальдовского созревания. В отличие от эмульсий мицеллы блок-сополимера лактида и этиленгликоля проявляли прекрасную коллоидную стабильность и обеспечивали низкую скорость гидролиза обоих оксалатов. Активность оксалата на основе природной аминокислоты L-тирозина, солюбилизованного в мицеллы, превысила активность бис-(2,4,5-трихлор-6-(фенилоксикарбонил)фенил) оксалата, что указывает на избирательность влияния нанореакторов с твердым ядром на эффективность пероксиоксалатной хемилюминесцентной реакции.

Full Text

Restricted Access

About the authors

Е. О. Фомин

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: meliknubarovns@gmail.com
Russian Federation, Москва

Е. А. Якимова

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: meliknubarovns@gmail.com
Russian Federation, Москва

Н. П. Якимов

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: meliknubarovns@gmail.com
Russian Federation, Москва

И. Д. Гроздова

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: meliknubarovns@gmail.com
Russian Federation, Москва

Н. С. Мелик-Нубаров

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Author for correspondence.
Email: meliknubarovns@gmail.com
Russian Federation, Москва

References

  1. J.F. Algorri, M. Ochoa, P. Roldán-Varona, L. Rodríguez-Cobo, and J.M. López-Higuera, Cancers 13, 3484 (2021).
  2. R. Laptev, M. Nisnevitch, G. Siboni, Z. Malik, and M.A. Firer, Br. J. Cancer 95, 189 (2006).
  3. J. Ng, N. Henriquez, A. MacRobert, N. Kitchen, N. Williams, and S. Bown, Photodiagnosis Photodyn. Ther. 38, 102856 (2022).
  4. E.A. Chandross, Tetrahedron Lett. 4, 761 (1963).
  5. A. Boaro and F.H. Bartoloni, Photochem. Photobiol. 92, 546 (2016).
  6. M. Vacher, I.F. Galván, B.-W. Ding, S. Schramm, R. Berraud-Pache, P. Naumov, N. Ferré, Y.-J. Liu, I. Navizet, D. Roca-Sanjuán, W.J. Baader, and R. Lindh, Chem. Rev. 118, 6927 (2018).
  7. M.J. Phillip and P.P. Maximuke, Oncology 46, 266 (1989).
  8. A.V. Romanyuk, I.D. Grozdova, A.A. Ezhov, and N.S. Melik-Nubarov, Sci. Rep. 7, 3410 (2017).
  9. L.S. Darken, J. Am. Chem. Soc. 63, 1007 (1941).
  10. D. Lee, S. Khaja, J.C. Velasquez-Castano, M. Dasari, C. Sun, J. Petros, W.R. Taylor, and N. Murthy, Nat. Mater. 6, 765 (2007).
  11. X. Zhen, C. Zhang, C. Xie, Q. Miao, K.L. Lim, and K. Pu, ACS Nano 10, 6400 (2016).
  12. Y.-D.D. Lee, C.-K.K. Lim, A. Singh, J. Koh, J. Kim, I.C. Kwon, and S. Kim, ACS Nano 6, 6759 (2012).
  13. M. Wu, M. Cui, A. Jiang, R. Sun, M. Liu, X. Pang, H. Wang, B. Song, and Y. He, Angew. Chem. Int. Ed. Eng. 62, e202303997 (2023).
  14. D. Mao, W. Wu, S. Ji, C. Chen, F. Hu, D. Kong, D. Ding, and B. Liu, Chem 3, 991 (2017).
  15. M. Dasari, D. Lee, V.R. Erigala, and N. Murthy, J. Biomed. Mater. Res., Part A 89, 561 (2009). https://doi.org/10.1002/jbm.a.32430
  16. S.S. Mohammadi, Z. Vaezi, B. Shojaedin-Givi, and H. Naderi-Manesh, Anal. Chim. Acta 1059, 113 (2019).
  17. M. Xie, Z. Zhang, W. Guan, W. Zhou, and C. Lu, Anal. Chem. 91, 2652 (2019).
  18. A.V. Romanyuk and N.S. Melik-Nubarov, Polym. Sci., Ser. B 57, 369 (2015). https://doi.org/10.1134/S1560090415040089
  19. M.M. Rauhut, L.J. Bollyky, B.G. Roberts, M. Loy, R.H. Whitman, A.V. Iannotta, A.M. Semsel, and R.A. Clarke, J. Am. Chem. Soc. 89, 6515 (1967).
  20. P. Ferruti, M. Penco, P. D’Addato, E. Ranucci, and R. Deghenghi, Biomaterials 16, 1423 (1995).
  21. E.A. Dets, N.P. Iakimov, I.D. Grozdova, and N.S. Melik-Nubarov, Mendeleev Commun. 33, 793 (2023).
  22. C.D. Dowd and D.B. Paulm, Aust. J. Chem. 37, 73 (1984).
  23. F.J. Alvarez, N.J. Parekh, B. Matuszewski, R.S. Givens, T. Higuchi, and R.L. Schowen, J. Am. Chem. Soc. 108, 6437 (1986).
  24. S.M. da Silva, A.P. Lang, A.P.F. dos Santos, M.C. Cabello, L.F.M.L. Ciscato, F.H. Bartoloni, E.L. Bastos, and W.J. Baader, J. Org. Chem. 86, 11434 (2021).
  25. A.G. Hadd, A. Seeber, and J. W. Birks, J. Org. Chem. 65, 2675 (2000).
  26. T. Maruyama, S. Narita, and J. Motoyoshiya, J. Photochem. Photobiol., A 252, 222 (2013).
  27. J.P. Guthrie, Canad. J. Chem. 56, 2354 (1978).
  28. H. Neuvonen, J. Chem. Soc. Perkin Trans. 2 1995, 945 (1995).
  29. M.M. Rauhut, US Patent No. 3749679 (1971).
  30. M.M. Rauhut, Acc. Chem. Res. 2, 80 (1969).
  31. M. Khalid, S.P. Souza, M.C. Cabello, F.H. Bartoloni, L.F.M.L. Ciscato, E.L. Bastos, O.A.A. El Seoud, and W.J. Baader, J. Photochem. Photobiol., A 433, 114161 (2022).
  32. T. Riley, C.R. Heald, S. Stolnik, M.C. Garnett, L. Illum, S.S. Davis, S.M. King, R.K. Heenan, S.C. Purkiss, R.J. Barlow, P.R. Gellert, and C. Washington, Langmuir 19, 8428 (2003).
  33. S.A. Hagan, A.G. A. Coombes, M.C. Garnett, S.E. Dunn, M.C. Davies, L. Illum, S.S. Davis, S.E. Harding, S. Purkiss, and P.R. Gellert, Langmuir 12, 2153 (1996).
  34. E.V. Razuvaeva, A.I. Kulebyakina, D.R. Streltsov, A.V. Bakirov, R.A. Kamyshinsky, N.M. Kuznetsov, S.N. Chvalun, and E.V. Shtykova, Langmuir 34, 15470 (2018).
  35. T. Riley, T. Govender, S. Stolnik, C.D. Xiong, M.C. Garnett, L. Illum, and S.S. Davis, Colloids Surf., B 16, 147 (1999).
  36. T. Riley, S. Stolnik, C.R. Heald, C.D. Xiong, M.C. Garnett, L. Illum, S.S. Davis, S.C. Purkiss, R.J. Barlow, and P.R. Gellert, Langmuir 17, 3168 (2001).
  37. S.S. Venkatraman, P. Jie, F. Min, B.Y.C. Freddy, and G. Leong-Huat, Int. J. Pharm. 298, 219 (2005).
  38. M.L. Bender and W.A. Glasson, J. Am. Chem. Soc. 81, 1590 (1959).
  39. F.A. Augusto, G.A. de Souza, S.P. de Souza Junior, M. Khalid, and W.J. Baader, Photochem. Photobiol. 89, 1299 (2013).
  40. F.H. Bartoloni, A.P. E. Pagano, F.A. Augusto, and W.J. Baader, Luminescence 29, 62 (2014).

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Scheme 1

Download (114KB)
Indexing metadata
3. Table 1_Fig. 1

Download (47KB)
Indexing metadata
4. Table 1_Fig. 2

Download (37KB)
Indexing metadata
5. Fig. 1. Kinetics of PO reaction (a) and hydrolysis (b) of BTEE-oxalate (1) and CPPO (2) in THF/water system at oxalate concentration of 4.5 × 10-5 mol/L, perylene 1 × 10-4 mol/L, H2O2 4 × 10-4 mol/L; T = 37 °C

Download (138KB)
Indexing metadata
6. Fig. 2. Kinetics of chemiluminescence emission during PO reaction (a) and hydrolysis (b) of BTEE-oxalate (1) and CPPO (2) in a dimethyl phthalate/pluronic L64 emulsion containing 5 mg/ml dimethyl phthalate, 1.25 mg/ml pluronic L64, 4. 5 × 10-3 mol/L one of the oxalates, 1 × 10-4 mol/L perylene, and 4 × 10-4 mol/L H2O2, PBS, 37 °C; c, change in turbidity at 600 nm of the pure emulsion (1), emulsion with 1 × 10-4 mol/L perylene and 4.5 × 10-4 mol/L CPPO (2), and with 4.5 × 10-4 mol/L BTEE-oxalate (3)

Download (181KB)
Indexing metadata
7. Fig. 3. Analysis of micelles of mPEG-block-poly-L-lactide copolymers by dynamic light scattering. Distribution of mPEG-block-poly-L-l-lactide14 (1), mPEG-block-poly-L-lactide36 (2), mPEG-block-poly-L-lactide51 (3) and mPEG-block-poly-L-lactide61 (4) by intensity (a) and by volume (b); c - changes in the value of hydrodynamic radius of micelles of mPEG-block-poly-L-lactide (1) and mPEG-block-poly-D,L-lactide (2)

Download (232KB)
Indexing metadata
8. Fig. 4. Kinetics of chemiluminescence emission during PO reaction (a) and hydrolysis (b) for BTEE-oxalate (1) and CPPO (2) in micelles of mPEG-block-poly-L-l-lactide copolymers61 at a polymer concentration of 7.5 mg/ml, 4.5 × 10-4 mol/L of each oxalate, 1 × 10-4 mol/L perylene, and 4 × 10-4 mol/L H2O2, PBS, 37 °C

Download (134KB)
Indexing metadata
9. Fig. 5. Kinetics of hydrolysis of BTEE-oxalate (a) and CPPO (b) measured by potentiometric titration (1) under the conditions given in the caption of Fig. 4. The left axes show the fractions of hydrolysed oxalate calculated from the amount of added NaOH normalised to the amount of oxalate in the sample, while the right axes show the amount of remaining oxalate. The light dots correspond to the data of Fig. 4, obtained from the integral intensity of the PO reaction

Download (227KB)
Indexing metadata
10. Fig. 6. Dependence of the integral intensity of PO reaction in micelles of mPEG-block-poly-L-lactide (1) and mPEG-block-poly-D,L-lactide (2) copolymers on the mass fraction ω of the polylactide block. The concentration of BTEE-oxalate was 4.5 × 10-4 mol/L, perylene was 1 × 10-4 mol/L

Download (66KB)
Indexing metadata
11. Fig. 7. a - Comparison of observed cyclisation constants k1 × [H2O2] (1) and observed hydrolysis constants k3 × [H2O] (2) for CPPO (left) and BTEE-oxalate (right) in the three studied systems; b - comparison of integrated chemiluminescence intensities reduced to the same oxalate concentration in the studied systems. All data are presented as the mean value of at least 3-5 independent experiments, and the indicated confidence intervals correspond to the standard deviation over the whole sample

Download (220KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences