РНК-связывающий белок NXF1 необходим для развития нервной системы Drosophila melanogaster

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

У Drosophila melanogaster, как и у всех Opisthokonta, за ядерный экспорт мРНК из ядра в цитоплазму отвечает эволюционно консервативный белок NXF1 (Nuclear eXport Factor 1). Традиционно считается, что после выхода из ядерной поры белок NXF1 покидает мРНП-комплекс и возвращается в ядро. Нами впервые показано присутствие белка NXF1 у дрозофилы в цитоплазме различных клеток, включая нервные. Цитоплазматическая локализация белка NXF1 указывает на то, что функция ядерного экспорта — не единственная функция этого белка. Ген Nxf1 у дрозофилы имеет исторически сложившееся название sbr (small bristles). Для ряда мутаций в гене sbr характерны доминантные фенотипические эффекты. В частности, мутантная аллель sbr12 приводит к нарушениям формирования мозга дрозофилы. Характерные морфологические дефекты в нейропилях зрительной доли позволяют предположить, что белок NXF1 (SBR) участвует в организации пространственной архитектуры мозга мухи, включая формирование границ нейропилей. Эволюционная консервативность гена Nxf1 открывает перспективы в изучении роли продуктов этого гена в формировании нервной системы с использованием дрозофилы как модельного объекта.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Елена Валерьевна Голубкова

Санкт-Петербургский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: e.golubkova@spbu.ru
Россия, Университетская наб., 7/9, Санкт-Петербург, 199034

А. О. Якимова

МРНЦ им. А. Ф. Цыба — филиал ФГБУ “НМИЦ радиологии” Минздрава России

Email: e.golubkova@spbu.ru
Россия, ул. Королева, д. 4, Обнинск, 249036

К. В. Ахромов

Санкт-Петербургский государственный университет; Петербургский институт ядерной физики им. Б. П. Константинова, НИЦ “Курчатовский институт”

Email: e.golubkova@spbu.ru
Россия, Университетская наб., 7/9, Санкт-Петербург, 199034; мкр. Орлова роща, д. 1, Гатчина, 188306

Е. В. Рябова

Петербургский институт ядерной физики им. Б. П. Константинова, НИЦ “Курчатовский институт”

Email: e.golubkova@spbu.ru
Россия, мкр. Орлова роща, д. 1, Гатчина, 188306

Д. М. Грудкова

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: e.golubkova@spbu.ru
Россия, Университетская наб., 7/9, Санкт-Петербург, 199034

Л. В. Барабанова

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: e.golubkova@spbu.ru
Россия, Университетская наб., 7/9, Санкт-Петербург, 199034

С. В. Саранцева

Петербургский институт ядерной физики им. Б. П. Константинова, НИЦ “Курчатовский институт”

Email: e.golubkova@spbu.ru
Россия, мкр. Орлова роща, д. 1, Гатчина, 188306

Л. А. Мамон

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: e.golubkova@spbu.ru
Россия, Университетская наб., 7/9, Санкт-Петербург, 199034

Список литературы

  1. Ацапкина А.А., Голубкова Е.В., Касаткина В.В. и др. Особенности сперматогенеза у Drosophila melanogaster: роль основного транспортного рецептора мРНК (DmNXF1) // Цитология. 2010. Т.52. № 7. С. 574–579.
  2. Голубкова Е.В., Ацапкина А.А., Мамон Л.А. Роль гена sbr (small bristles)/Dm nxf1 (nuclear export factor 1) в синцитиальные периоды развития у Drosophila melanogaster // Цитология. 2015. Т. 57. № 4. С. 294–304.
  3. Кисели Д. Практическая микротехника и гистохимия. Изд-во Академии наук Венгрии. Будапешт. 1962. 400 с.
  4. Никитина Е.А., Комарова А.В., Голубкова Е.В., Третьякова И.В., Мамон Л.А. Полудоминантное влияние мутации l(1)ts403 (sbr10) на нерасхождение половых хромосом в мейозе у самок Drosophila melanogaster при тепловом воздействии. // Генетика. 2003а. Т. 39. № 3. С. 269–275.
  5. Никитина Е.А., Токмачева Е.В., Савватеева-Попова Е.В. Тепловой шок в период развития центральных структур мозга дрозофилы: формирование памяти у мутанта l(1)ts403 Drosophila melanogaster // Генетика. 2003б. Т. 39. № 1. С. 33–40.
  6. Третьякова И.В., Лезин Г.Т., Маркова Е.Г. и др. Продукт гена sbr у Drosophila melanogaster и его ортологи у дрожжей и человека // Генетика. 2001. Т.37. С.725–736.
  7. Якимова А.О., Голубкова Е.В., Саранцева С.В. и др. Дефекты структуры эллипсоидного тела и медуллы в нервных ганглиях и нарушения локомоции у мутантов по гену sbr (small bristles) Drosophila melanogaster // Генетика. 2018. Т. 54. № 6. С. 603–612. https://doi.org/10.7868/S0016675818060036
  8. Apitz H., Salecker I. A Challenge of Numbers and Diversity: Neurogenesis in the Drosophila Optic Lobe // J. Neurogenetics. 2014. V. 28. № (3-4). P. 233–249. https://doi.org/10.3109/01677063.2014.922558
  9. Ashburner M. Drosophila: a laboratory handbook and manual. Two volumes. N. Y.: Cold Spring Harbor Lab., 1989. 1331 p.
  10. Bachi A., Braun I.C., Rodrigues J.P. et al. The C-terminal domain of TAP interacts with the nuclear pore complex and promotes export of specific CTE-bearing RNA substrates // RNA. 2000. V. 6. P. 136–158.
  11. Braun I.C., Herold A., Rode M. et al. Nuclear export of mRNA by TAP/NXF1 requires two nucleoporin-binding sites but not p15 // Mol. Cell Biol. 2002. V. 22. P. 5405–5418. https://doi.org/10.1128/MCB.22.15.5405-5418.2002
  12. Cammarata G.M., Bearce E., Lowery L.A. Cytoskeletal social networking in the growth cone: +TIPs mediate microtubule-actin cross-linking to drive axon outgrowth and guidance // Cytoskeleton. 2016. V. 73. P. 461–476. https://doi.org/10.1002/cm.21272
  13. Chotard C., Salecker I. Glial cell development and function in the Drosophila visual system // Neuron Glia Biol. 2007. V. 3. P. 17–25. https://doi.org/10.1017/S1740925X07000592
  14. Drozd M., Bardoni B., Capovilla M. Modeling Fragile X Syndrome in Drosophila // Front. Mol. Neurosci. 2018. V. 11. P. 124. https://doi.org/10.3389/fnmol.2018.00124
  15. Dybas L.K., Harden K.K., Machnicki J.L. et al. Male fertility in Drosophila melanogaster: lesions of spermatogenesis associated with male sterile mutations of the vermilion region // J. Exp. Zool. 1983. V. 226. P. 293–302.
  16. Edwards T.N., Meinertzhagen I.A. The functional organization of glia in the adult brain of Drosophila and other insects // Prog. Neurobiol. 2010. V. 90. P. 471–497. https://doi.org/10.1016/j.pneurobio.2010.01.001
  17. Egger B., Chell J.M., Brand A.H. Insights into neural stem cell biology from flies // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 2008. V. 363. P. 39–56. https://doi.org/10.1098/rstb.2006.2011
  18. Fischbach K.F., Dittrich A.P.M. The optic lobe of Drosophila melanogaster. I. A Golgi analysis of wild type structure // Cell Tissue Res. 1989. V. 258. P. 441–475.
  19. Fischbach K.F., Hiesinger P.R. Optic lobe development // Adv. Exp. Med. Biol. 2008. V. 628. P. 115–136. https://doi.org/10.1007/978-0-387-78261-4_8
  20. FlyBase. 2024. http://flybase.org/reports/FBgn0003321.htm
  21. Fribourg S., Braun I.C., Izaurralde E. et al. Structural basis for the recognition of a nucleoporin FG repeat by the NTF2-like domain of the TAP/p15 mRNA nuclear export factor // Mol. Cell. 2001. V. 8. P. 645–656. https://doi.org/10.1016/s1097-2765(01)00348-3
  22. Furman D.P., Bukharina T.A. How Drosophila melanogaster Forms its Mechanoreceptors // Curr. Genomics. 2008. V. 9. № 5. P. 312–23. https://doi.org/10.2174/138920208785133271
  23. Geer B.W., Lischwe T.D., Murphy K.G. Male fertility in Drosophila melanogaster: genetics of the vermilion region // J. Exp. Zool. 1983. V. 225. P. 107–118.
  24. Ginanova V., Golubkova E., Kliver S. et al. Testis-specific products of the Drosophila melanogaster sbr gene, encoding nuclear export factor 1, are necessary for male fertility // Gene. 2016. V. 577. P. 153–160. http://dx.doi.org/10.1016/j.gene.2015.11.030
  25. Golubkova E.V., Markova E.G., Markov A.V. et al. Dm nxf1/sbr gene affects the formation of meiotic spindle in female Drosophila melanogaster // Chromosome Research. 2009. V. 17. № 7. P. 833–845. https://doi.org/10.1007/s10577-009-9046-x
  26. Gontang A.C., Hwal J.J., Mast J.D. et al. The cytoskeletal regulator Genghis khan is required for columnar target specificity in the Drosophila visual system // Development. 2011. V. 138. P. 4899–4909. https://doi.org/10.1242/dev.069930
  27. Herold A., Suyama M., Rodrigues J.P. et al. TAP (NXF1) belongs to a multigene family of putative RNA export factors with a conserved modular architecture // Mol. Cell Biol. 2000. V. 20. P. 8996–9008. https://doi.org/10.1128/MCB.20.23.8996-9008.2000
  28. Herold A., Klymenko T., Izaurralde E. NXF1/p15 heterodimers are essential for mRNA nuclear export in Drosophila // RNA. 2001. V. 7. P. 1768–1780.
  29. Holt C.E., Schuman E.M. The central dogma decentralized: new perspectives on RNA function and local translation in neurons // Neuron. 2013. V. 80. № 3. P. 648–57. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2013.10.036
  30. Jan L.Y., Jan Y.N. Antibodies to horseradish peroxidase as specific neuronal markers in Drosophila and in grasshopper embryos // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1982. V. 79. № 8. P. 2700–2704. https://doi.org/10.1073/pnas.79.8.2700
  31. Katahira J., Dimitrova L., Imai Y. et al. NTF2-like domain of Tap plays a critical role in cargo mRNA recognition and export // Nucleic Acids Res. 2015. V. 43. P. 1894–1904. https://doi.org/10.1093/nar/gkv039
  32. Knoblich J.A. Mechanisms of asymmetric cell division during animal development // Curr. Opin. Cell. Biol. 1997. V. 9. P. 833–841. https://doi.org/10.1016/s0955-0674(97)80085-3
  33. Korey C.A., Wilkie G.S., Davis I. et al. small bristles is required for the morphogenesis of multiple tissues during Drosophila development // Genetics. 2001. V. 159. P. 1659–1670. https://doi.org/10.1093/genetics/159.4.1659
  34. Kuroda M.I., Hilfiker A., Lucchesi J.C. Dosage compensation in Drosophila — a model for the coordinate regulation of transcription // Genetics. 2016. V. 204. P. 435–450. https://doi.org/10.1534/genetics.115.185108
  35. Kurusu M., Katsuki T., Zinn K. et al. Developmental changes in expression, subcellular distribution, and function of Drosophila N-cadherin, guided by a cell-intrinsic program during neuronal differentiation. Dev. Biol. 2012, 366, 204–217.
  36. Mamon L.A., Ginanova V.R., Kliver S.F. et al. RNA-binding proteins of the NXF (nuclear export factor) family and their connection with the cytoskeleton // Cytoskeleton. 2017. V. 74. № 4. P. 161–169. https://doi.org/10.1002/cm.21362
  37. Mamon L., Yakimova A., Kopytova D. et al. The RNA-Binding Protein SBR (Dm NXF1) Is Required for the Constitution of Medulla Boundaries in Drosophila melanogaster Optic Lobes // Cells. 2021. V. 10. P. 1144. https://doi.org/10.3390/cells10051144
  38. Meinertzhagen I.A., Hanson T.E. The development of the optic lobe. In: The Development of Drosophila melanogaster. Bate M., Martinez Arias A., Eds. Cold Spring Harbor Laboratory Press: New York. NY. USA. 1993. pp. 1363–1491.
  39. Meinertzhagen I.A., Sorra K.E. Synaptic organization in the fly’s optic lamina: Few cells, many synapses and divergent microcircuits // Prog. Brain Res. 2001. V. 131. P. 53–69. https://doi.org/10.1016/s0079-6123(01)31007-5
  40. Menon K.P., Carrillo R.A., Zinn K. Development and plasticity of the Drosophila larval neuromuscular junction // Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol. 2013. V. 2. № 5. P. 647–70. https://doi.org/10.1002/wdev.108
  41. Misra M., Edmund H., Ennis D. et al. A Genome-Wide Screen for Dendritically Localized RNAs Identifies Genes Required for Dendrite Morphogenesis // G3 (Bethesda). 2016. V. 6. № 8. P. 2397–405. https://doi.org/10.1534/g3.116.030353
  42. Missaire M., Hindges R. The role of cell adhesion molecules in visual circuit formation: From neurite outgrowth to maps and synaptic specificity // Dev. Neurobiol. 2015. V. 75. № 6. P. 569–583. https://doi.org/10.1002/dneu.22267
  43. Nériec N., Desplan C. From the Eye to the Brain: Development of the Drosophila Visual System // Curr. Top. Dev. Biol. 2016. V. 116. P. 247–271. https://doi.org/10.1016/bs.ctdb.2015.11.032
  44. Roegiers F., Jan Y.N. Asymmetric cell division // Curr. Opin. Cell. Biol. 2004. V. 16. P. 195–205. https://doi.org/10.1016/j.ceb.2004.02.010
  45. Paulk A., Millard S.S., van Swinderen B. Vision in Drosophila: seeing the world through a model’s eyes // Annu. Rev. Entomol. 2013. V. 58. P. 313–332. https://doi.org/10.1146/annurev-ento-120811-153715
  46. Rodal A.A., Motola-Barnes R.N., Littleton J.T. Nervous wreck and Cdc42 cooperate to regulate endocytic actin assembly during synaptic growth // J Neurosci. 2008. V. 28. № 33. P. 8316–8325. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.2304-08.2008
  47. Sasaki Y. Local translation in growth cones and presynapses, two axonal compartments for local neuronal functions // Biomolecules. 2020. V. 10. № 5. P. 668. https://doi.org/10.3390/biom10050668
  48. Smith R., Taylor J.P. Dissection and imaging of active zones in the Drosophila neuromuscular junction // J. Vis. Exp. 2011. V. 50. P. 2676. https://doi.org/10.3791/2676
  49. Spindler S.R., Ortiz I., Fung S. et al. Drosophila cortex and neuropile glia influence secondary axon tract growth, pathfinding. And fasciculation in the developing larval brain // Dev. Biol. 2009. V. 334. P. 355–368. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2009.07.035
  50. Stephan R., Gohl C., Fleige A. et al. Membrane-targeted WAVE mediates photoreceptor axon targeting in the absence of the WAVE complex in Drosophila // Mol. Biol. Cell. 2011. V. 22. № 21. P. 4079–4092. https://doi.org/10.1091/mbc.E11-02-0121
  51. Tayler T.D., Robichaux M.B., Garrity P.A. Compartmentalization of visual centers in the Drosophila brain requires Slit and Robo proteins // Development. 2004. V. 131. № 23. P. 5935–5945. https://doi.org/10.1242/dev.01465
  52. Tomasi T., Hakeda-Suzuki S., Ohler S. et al. The transmembrane protein Golden goal regulates R8 photoreceptor axon-axon and axon-target interactions // Neuron. 2008. V. 57. № 5. P. 691–704. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2008.01.012
  53. Trujilo-Cenóz O., Melamed J. Compound eye of dipterans: Anatomical basis for integration — An electron microscope study // J. Ultrastruct. Res. 1966. V. 16. P. 395–398.
  54. Valkov E., Dean J.C., Jani, D. et al. Structural basis for the assembly and disassembly of mRNA nuclear export complexes // Biochim. Biophys. Acta. 2012. V. 181. P. 578–592. https://doi.org/10.1016/j.bbagrm.2012.02.017
  55. Viphakone N., Hautbergue G.M., Walsh M. et al. TREX exposes the RNA-binding domain of Nxf1 to enable mRNA export // Nat. Commun. 2012. V. 3. P. 1006. https://doi.org/10.1038/ncomms2005
  56. Wilkie G.S., Zimyanin V., Kirby R. et al. small bristles, the Drosophila ortholog of NXF-1, is essential for mRNA export throughout development // RNA. 2001. V. 7. P. 1781–1792.
  57. Yakimova A.O., Pugacheva O.M., Golubkova E.V. et al. Cytoplasmic localization of SBR (Dm NXF1) protein and its zonal distribution in the ganglia of Drosophila melanogaster larvae // Inver. Neuro. 2016. V. 16. № 3. P. 9. https://doi.org/10.1007/s10158-016-0192-5
  58. Yamaguchi Y., Miura M. Programmed cell death in neurodevelopment // Dev. Cell. 2015. V. 32. P. 478–490. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2015.01.019
  59. Yoon D.W., Lee H., Seol W. et al. Tap: A novel protein that interacts with tip of herpesvirus saimiri and induces lymphocyte aggregation // Immunity. 1997. V. 6. P. 571–582. https://doi.org/10.1016/s1074-7613(00)80345-3
  60. Zhang B., Herman P.K. It is all about the process(ing): P-body granules and the regulation of signal transduction // Curr. Genet. 2020. V. 66. P. 73–77. https://doi.org/10.1007/s00294-019-01016-3

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Схема структуры оптической доли мозга дрозофилы. а) стадия имаго; б) личиночная стадия.

Скачать (391KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Зрительные доли мозга самцов D. melanogaster различных генотипов. а) мозг самца линии Oregon-R; б) мозг самца, несущего аллель sbr12 в гетерозиготе. Окраска парафиновых срезов — гематоксилин-эозином. Ло — лобула, Ме — медулла, Ла — ламина. Масштаб: 100 мкм.

Скачать (840KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Терминали аксонов фоторецепторов R7–R8 в зрительной доле головного нервного ганглия дрозофилы у взрослых самцов разных генотипов. Стрелки указывают на терминали аксонов R7–R8 в дистальной части медуллы. Ядра клеток окрашивали DAPI, а родопсин визуализировали путем обнаружения его автофлуоресценции. Внизу — увеличенное изображение фрагмента медуллы (выделено на верхнем изображении). В медулле зрительной доли у взрослых самцов sbr12/Dp(1;Y)y+v+ стрелки указывают на некоторые хаотично разбросанные терминали аксонов фоторецепторов. Аксоны не образовывали своеобразных параллельных рядов в дистальной части медуллы и прорастали вглубь медуллы и в лобулу. Масштабная линейка: сверху — 50 мкм; увеличенное изображение — 25 мкм.

Скачать (595KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Локализация белка SBR в нейромышечных контактах личинки дрозофилы. а) Окраска DAPI выявляет ядра клеток; б) антитела к HRP маркируют нервы и бутоны нервно-мышечных контактов (красным); в) антитела к белку SBR отражают колокализацию белка с маркером мембран нервных клеток и специфический рисунок распределения белка SBR в мышечных волокнах (зеленым); г) совмещенное изображение. Масштабная линейка — 20 мкм.

Скачать (623KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Оценка количества сателлитных бутонов нервно-мышечных соединений у личинок третьего возраста дикого типа (wt) и генотипа sbr12/Dp(1;Y)y+v+. Отмечено статистически достоверное отличие, критерий Манна–Уитни (P < 0.0001).

Скачать (54KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025