Редкие виды фомоидных грибов, ассоциированные с соей

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Аскохитоз сои – широко распространенное заболевание, которое вызывают несколько близкородственных видов фомоидных грибов, и которое нередко приводит к ощутимым потерям урожая. Из числа представителей этой большой и таксономически гетерогенной группы наиболее традиционными представителями микобиоты сои являются виды родов Boeremia и Didymella. Надежную идентификацию видов фомоидных грибов можно осуществлять, только анализируя совокупность молекулярно-филогенетических, микроморфологических и культуральных признаков. В результате многолетнего фитосанитарного мониторинга посевов сои, нами были собраны листья с симптомами аскохитоза, из которых в чистую культуру было выделено более 100 изолятов фомоидных грибов. Большинство из них в результате филогенетического анализа были идентифицированы как виды Boeremia и Didymella. Восемь изолятов были определены как представители других родов, предположительно относящиеся к редким видам. Целью работы была идентификация этих изолятов и оценка их патогенности. Мультилокусный филогенетический анализ, основанный на последовательностях ITS-локуса и участков, ответственных за синтез β-тубулина и второй большой субъединицы фермента РНК-полимеразы II позволил отнести эти изоляты к четырем видам – Neoascochyta graminicola, Remotididymella capsici, Stagonosporopsis heliopsidis и S. stuijvenbergii. Все эти грибы были впервые выявлены на таком растении-хозяине, как соя. Виды Neoascochyta graminicola и Stagonosporopsis stuijvenbergii были впервые выявлены на территории России в Рязанской и Амурской областях соответственно. В результате оценки патогенности изолятов этих грибов в отношении сои было установлено, что таким свойством они не обладают, по всей вероятности, развиваются сапротрофно или эндофитно в листьях сои. Помимо детальных филогенетических данных, рукопись сопровождена подробным описанием культуральных и микроморфологических признаков всех видов, а также оценкой патогенных свойств.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. М. Гомжина

Всероссийский НИИ защиты растений

Автор, ответственный за переписку.
Email: gomzhina91@mail.ru
Россия, 196608 Санкт-Петербург

Е. Л. Гасич

Всероссийский НИИ защиты растений

Email: elena_gasich@mail.ru
Россия, 196608 Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Abramov I.N. Fungal diseases of soybean in the Russian Far East. Vladivostok, 1931. (In Russ.)
  2. Abramov I.N. Diseases of agricultural crops in the Russian Far East. Khabarovsk, 1938. (In Russ.)
  3. Aveskamp M.M., de Guyter J., Crous P.W. Biology and recent developments in the systematics of Phoma, a complex genus of major quarantine significance. Fungal Diversity. 2008. V. 31. P. 1—18.
  4. Aveskamp M.M., Verkley G.J.M., de Gruyter J. et al. DNA phylogeny reveals polyphyly of Phoma section Peyronellaea and multiple taxonomic novelties. Mycologia. 2009. V. 101 (3). P. 363—382. https://doi.org/10.3852/08-199
  5. Aveskamp M.M., de Gruyter J., Woudenberg J.H.C. et al. Highlights of the Didymellaceae: a polyphasic approach to characterise Phoma and related pleosporalean genera. Stud. Mycol. 2010. V. 65. P. 1—60. https://doi.org/10.3114/sim.2010.65.01
  6. Boerema G.H., Gruyter J., Noordeloos M.E. et al. Phoma identification Manual. CABI Publishing, L., 2004.
  7. Bondartseva-Monteverde V.N. Ascochyta capsici. Monitor Phytopath. Sect. Chief Bot. Gard. R.S.F.S.R. 1923. V. 12. P. 70—72. (In Russ.)
  8. Bondartseva-Monteverde V.N., Vasilevskiy N.I. To biology and morphology of several Ascochyta species associated with Fabaceae. Trudy botanicheskogo instituta AN SSSR. Ser. 2. Sporovye Rasteniya. 1940. V. 4. P. 345—376. (In Russ.)
  9. Boyle J.S., Lew A.M. An inexpensive alternative to glassmilk for DNA purification. Trends Genetics. 1995. V. 11 (1). P. 8. https://doi.org/10.1016/S0168-9525(00)88977-5
  10. Carbone I., Kohn L.M. A method for designing primer sets for speciation studies in filamentous ascomycetes. Mycologia. 1999. V. 91. P. 553—556. https://doi.org/10.2307/3761358
  11. Chen Q., Jiang J.R., Zhang G.Z. et al. Resolving the Phoma enigma. Stud. Mycol. 2015. V. 82. P. 137—217. https://doi.org/ 10.1016/j.simyco.2015.10.003
  12. Chen Q., Hou L.W., Duan W.J. et al. Didymellaceae revisited. Stud. Mycol. 2017. V. 87. P. 105—259. https://doi.org/10.1016/j.simyco.2017.06.002
  13. Crous P.W., Hawksworth D.L., Wingfield M.J. Identifying and naming plant-pathogenic fungi: past, present, and future. Ann. Rev. Phytopathol. 2015. V. 53. P. 247—267. https://doi.org/10.1146/annurev-phyto-080614-120245
  14. Deb D., Khan A., Dey N. Phoma diseases: epidemiology and control. Plant Pathol. 2020. V. 69 (7). P. 1203—1217. https://doi.org/10.1111/ppa.13221
  15. Doyle J.J., Doyle J.L. Isolation of plant DNA from fresh tissue. Focus. 1990. V. 12. P. 13—15. https://doi.org/10.1007/978-3-642-83962-7_18
  16. Hou L.W., Groenewald J.Z., Pfenning L.H. et al. The Phoma-like dilemma. Stud. Mycol. 2020a. V. 96. P. 309—396. https://doi.org/10.1016/j.simyco.2020.05.001
  17. Hou L., Hernández-Restrepo M., Groenewald J.Z. et al. Citizen science project reveals high diversity in Didymellaceae (Pleosporales, Dothideomycetes). MycoKeys. 2020b. V. 65. P. 49—99.https://doi.org/10.3897/ mycokeys.65.47704
  18. Gomzhina M.M., Gannibal Ph.B. Modern systematics of the genus Phoma sensu lato. Mikologiya i Fitopatologiya. 2017. V. 51 (5). P. 268—275. https://doi.org/10.31857/S0026364821050056 (In Russ.)
  19. Gomzhina M.M., Gasich E.L., Khlopunova L.B. et al. New species and new findings of Phoma-like fungi (Didymellaceae) associated with some Asteraceae in Russia. Nova Hedwigia. 2020а. V. 111 (1—2). P. 131—149. https://doi.org/10.1127/nova_hedwigia/2020/0586
  20. Gomzhina M.M., Gasich E.L., Khlopunova L.B. et al. Paraphoma species associated with Convolvulaceae. Mycol. Progress. 2020b. V. 19. P. 185—194. https://doi.org/10.1007/s11557-020-01558-8
  21. Gomzhina M.M., Gasich E.L., Gagkaeva T. Yu. et al. Biodiversity of fungi inhabiting European blueberry in North-Western Russia and in Finland. Dokl. Biol. Sci. 2022. V. 507. P. 439—453. https://doi.org/10.1134/S0012496622060047
  22. Gomzhina M.M., Gasich E.L. Plenodomus species infecting oilseed rape in Russia. Vestnik zashchity rasteniy. 2022. V. 105 (3). P. 135—147. https://doi.org/10.31993/2308-6459-2022-105-3-15425
  23. Gunina A.M. Diseases of soybean in the Amur region. Vsesoyuznoe soveschanie po voprosam biologii i vozdelyvaniya soi v Sovetskom Soyuze. Blagoveschensk, 1967. (In Russ.)
  24. Kövics G.J., Sándor E., Rai M.K. et al. Phoma-like fungi on soybean. Crit. Rev. Microbiol. 2014. V. 40 (1). P. 49—62. https://doi.org/10.3109/1040841X.2012.755948
  25. Kumar S., Stecher G., Li M. et al. MEGA X: Molecular evolutionary genetics analysis across computing platforms. Mol. Biol. Evol. 2018. V. 35. P. 1547—1549. https://doi.org/10.1093/molbev/msy096
  26. Liu Y.J., Whelen S., Hall B.D. Phylogenetic relationships among ascomycetes: evidence from an RNA polymerase II subunit. Mol. Biol. Evol. 1999. V. 16. P. 1799—1808. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.molbev.a026092
  27. Lord E., Leclercq M., Boc A. et al. Armadillo 1.1: An original workflow platform for designing and conducting phylogenetic analysis and simulations. PLOS One. 2012. V. 7 (1). P. e29903. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0029903
  28. Minh B.Q., Schmidt H.A., Chernomor O., et al. IQ-TREE2: New models and efficient methods for phylogenetic inference in the genomic era. Mol. Biol. Evol. 2020. V. 35 (7). P. 1530—1534. https://doi.org/10.1093/molbev/msaa015
  29. Muravieva M.F. Features of the development of soybean diseases in the Khabarovsk Territory and resistance of various varieties to them. Sibirskiy vestnik selskokhozyaystvennoy nauki. 1977. V. 5. P. 54—58. (In Russ.)
  30. Naumova E.S. Fungal biodiversity in soybean in the Voronezh region. Mikologiya i fitopatologiya. 1988. V. 22 (3). P. 217—223. (In Russ.)
  31. Nikitina A.I. Dangerous soybean diseases in the Russian Far East. Zashchita rasteniy. 1962. V. 7. P. 37—40. (In Russ.)
  32. Nekrasov E.V., Shumilova L.P., Gomzhina M.M. et al. Diversity of endophytic fungi in annual shoots of Prunus mandshurica (Rosaceae) in the South of Amur Region, Russia. Diversity. 2022. V. 14:1124. https://doi.org/10.3390/d14121124
  33. Nelen E.S. New pycnidial fungi in the south of the Russian Far East. Novosti sistematiki nizshikh rasteniy. 1977. V. 14. P. 105. (In Russ.)
  34. Rai M., Zimowska B., Kövics G.J. The genus Phoma: what we know and what we need to know? In: M. Rai, B. Zimowska, G.J. Kövics (eds). Phoma: diversity, taxonomy, bioactivities, and nanotechnology. Sprin-ger, Cham, 2022.
  35. Samson R.A., Hoekstra E.S., Frisvad J.C. et al. Introduction to food- and airborne fungi. Sixth edn. Centraal bureau voor schimmel cultures, Utrecht, 2002.
  36. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1977. V. 74 (12). P. 5463—5467. https://doi.org/10.1073/pnas.74.12.5463
  37. Sung G.H., Sung J.M., Hywel-Jones N.L. et al. A multi-gene phylogeny of Clavicipitaceae (Ascomycota, Fungi): identification of localized incongruence using a combinational bootstrap approach. Mol. Phylogenet. Evol. 2007. V. 31. P. 1204—1223. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2007.03.011
  38. Thompson J.D., Gibson T.J., Plewniak F. et al. The ClustalX windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res. 1997. V. 24. P. 4876—4882. https://doi.org/10.1093/nar/25.24.4876
  39. White T.J., Bruns T., Lee S. et al. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. PCR Protocols. In: M.A. Innis etc. (eds). A guide to methods and applications. San Diego, Acad. Press, 1990. pp. 315—322.
  40. Yang A.L., Chen L., Fang K. et al. Remotididymella ageratinae sp. nov. and Remotididymella anemophila sp. nov., two novel species isolated from the invasive weed Ageratina adenophora in PR China. IJSEM. 2021. V. 71 (1). Art. 004572. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.004572
  41. Zaostrovnykh V.I., Kadurov A.A., Dubovitskaya L.K. et al. Monitoring of the species composition of soybean diseases in different sowing zones. Dalnevostochnyy agrarnyy vestnik. 2018. V. 4 (48). P. 51—67. (In Russ.)
  42. Zhao P., Crous P.W., Hou L.W. et al. Fungi of quarantine concern for China I: Dothideomycetes. Persoonia. 2021. V. 47. P. 45—105. https://doi.org/10.3767/persoonia.2021.47.02
  43. Zhukovskaya S.A. Mycoflora of soybean [Glycine max (L.) Merr.] in the Soviet Far East. In: Tikhookeanskiy nauchyy kongress. Komitet nauchnaya botanika, Moscow, 1979, pp. 23—24. (In Russ.)
  44. Абрамов И.Н. (Abramov) Грибные болезни соевых бобов на Дальнем Востоке. Владивосток, 1931. 84 с.
  45. Абрамов И.Н. (Abramov) Болезни сельскохозяйственных растений на Дальнем Востоке. Хабаровск, 1938. 286 с.
  46. Бондарцева-Монтеверде В.Н., Васильевский Н.И. (Bondartseva-Monteverde, Vasilyevskiy) К биологии и морфологии некоторых видов Ascochyta на бобовых // Тр. ботанического ин-та АН СССР. Сер. 2. Споровые растения. 1940. Т. С. 345—376.
  47. Гомжина М.М., Ганнибал Ф.Б. (Gomzhina, Gannibal) Современная систематика грибов рода Phoma sensu lato // Микология и фитопатология. 2017. Т. 51. № 5. С. 268—275.https://doi.org/10.31857/S0026364821050056
  48. Гунина А.М. (Gunina) Болезни сои в Амурской области // Всесоюзное совещание по вопросам биологии и возделывания сои в Советском Союзе. Благовещенск, 1967. C. 73—80.
  49. Жуковская С.А. (Zhukovskaya) Микофлора сои [Glycine max (L.) Merr.] на Советском Дальнем Востоке // В кн.: Тихоокеанский XIV научный конгресс. М.: Комитет Научная Ботаника, 1979. C. 23—24.
  50. Заостровных В.И., Кадуров А.А., Дубовицкая Л.К. и др. (Zaostrovnykh et al.) Мониторинг видового состава болезней сои в различных зонах соесеяния // Дальневосточный аграрный вестник. 2018. Т. 4(48). С. 51—67.
  51. Муравьева М.Ф. (Muravyova) Особенности развития болезней сои в Хабаровском крае и устойчивость к ним различных сортов // Сибирский вестник сельскохозяйственной науки. 1977. Т. 5. С. 54—58.
  52. Наумова Е.С. (Naumova) Видовой состав грибов на сое в условиях Воронежской области // Микология и фитопатология. 1988. Т. 22. № 3. С. 217—223.
  53. Нелен Е.С. (Nelen) Новые виды пикнидиальных грибов с юга Дальнего Востока // Новости систематики низших растений. 1977. Т. 14. С. 105.
  54. Никитина А.И. (Nikitina) Опасные болезни сои на Дальнем Востоке // Защита растений. 1962. Т. 7. С. 37—40.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Листья сои с симптомами аскохитоза, из которых были выделены изученные изоляты: A — Рязанская обл., выделен Neoascochyta graminicola MF 1.42, 2020 г. (LEP 123703); Б — Амурская обл., выделен Remotididymella capsici MF 1.28, 2019 г. (LEP 123702); В — Амурская обл., выделен Stagonosporopsis stuijvenbergii MF 1.30, 2019 г. (LEP 123704).

Скачать (127KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Комбинированное филогенетическое древо видов Neoascochyta, Remotididymella, Stagonosporopsis, построенное методом ML, основанное на нуклеотидных последовательностях ITS, rpb2 и tub2. Числовые значения бутстреп-поддержки, полученные методами ML (≥ 70), MP ≥ 70) и Байесовский статистики (≥ 0.7), приведены в узлах ветвей дендрограммы соответственно. Номера типовых или репрезентативных штаммов выделены буквами Т или R. Номера исследованных изолятов выделены синим.

Скачать (1018KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Морфологические особенности Neoascochyta graminicola MF 1.42: A–Е — культуры (A – на КСА, 7 сут; Б — на ОА, 7 сут; В — на МЕА, 7 сут; Г — на КСА, 14 сут; Д — на ОА, 14 сут; Е — на MEA, 14 сут); Ж, З — пикниды; И — внутренняя стенка пикниды, выстланная конидиогенными клетками; К — конидии. Левая половина — верхняя часть колонии, правая — реверс колонии. Масштаб: Ж — 500 мкм; З — 100 мкм; И и К — 20 мкм.

Скачать (924KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Морфологические особенности Remotididymella capsici MF 1.28: A–Е — культуры (A – на КСА, 7 сут; Б — на ОА, 7 сут; В — на MEA, 7 сут; Г — на КСА, 14 сут; Д — ОА, 14 сут; Е — MEA, 14 сут); Ж, З — плодовые тела; И — незрелая сумка; К — аскоспоры; Л — сумка. Левая половина — верхняя часть колонии, правая — реверс колонии. Масштаб: Ж — 1 мм; З — 100 мкм; И и К — 20 мкм.

Скачать (1MB)
Метаданные
6. Рис. 5. Морфологические особенности Stagonosporopsis heliopsidis MF 1.25: A–Е — культуры (A – на КСА, 7 сут; Б — на ОА, 7 сут; В — на MEA, 7 сут; Г — на КСА, 14 сут; Д — ОА, 14 сут; Е — MEA, 14 сут); Ж–И — пикниды; К — конидиогенная клетка; Л — конидии. Левая половина — верхняя часть колонии, правая — реверс колонии. Масштаб: Ж — 2 мм; З, И — 50 мкм; К, Л — 20, мкм.

Скачать (1MB)
Метаданные
7. Рис. 6. Морфологические особенности Stagonosporopsis stuijvenbergii MF 6.1: A–Е — культуры (A – на КСА, 7 сут; Б — на ОА, 7 сут; В — на MEA, 7 сут; Г — на КСА, 14 сут; Д — ОА, 14 сут; Е — MEA, 14 сут); Ж, З — пикниды; И — конидии. Левая половина — верхняя часть колонии, правая — реверс колонии. Масштаб: Ж — 5 мм; З — 100 мкм; И — 20, мкм.

Скачать (1MB)
Метаданные
8. Рис. 7. Результаты теста на патогенность, отрезки листьев сои, сорт Селекта 201, 14 сут после инокуляции. Варианты инокуляции: A — негативный контроль, стерильная вода; Б — мицелиальная суспензия изолята MF 6.1 Stagonosporopsis stuijvenbergii; В — позитивный контроль, мицелиальная суспензия изолята Cercospora cf. sigesbeckiae MF 3.13. Первый ряд в каждой чашке Петри — инокулюм нанесен на верхнюю сторону интактного отрезка. Второй ряд — инокулюм нанесен на верхнюю сторону отрезка с предварительным ранением. Третий ряд — инокулюм нанесен на нижнюю сторону интактного отрезка. Четвертый ряд — инокулюм нанесен на нижнюю сторону отрезка с предварительным ранением.

Скачать (296KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024